(Bestellinfo: Art.Nr. 1.10456.0500 -500 g-)
Zur Isolierung und orientierenden Differenzierung von Pilzen der Gattung Candida und anderen Hefen nach NICKERSON (1953).

Wirkungsweise:
Neben Hefeextrakt, Glycin und Glucose als Nährgrundlage enthält der Nährboden „Bismut-Sulfit-Indikator“ zur weitgehenden Hemmung der Begleitflora. Candida und die meisten anderen Hefen entwickeln sich ungehindert unter gleichzeitiger Reduktion des Bismut-Sulfit-Indikators und nehmen dabei eine bräunliche bis schwarze Farbe an. Zur besseren Hemmung der bakteriellen Begleitflora können nach BARR u. COLLINS (1966) 2 mg/I Neomycinsulfat zugesetzt werden.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Hefeextrakt 1,0; Pepton aus Soja 2,0; Glycin 10,0; D(+)- Glucose 10,0; Bismut-Sulfit-Indikator 2,0; Agar-Agar 15,0.

Zubereitung:
40 g/l lösen, zur gleichmäßigen Verteilung des entstandenen Präzipitats gut umschütteln, Platten gießen. Achtung: Nicht autoklavieren! pH: 6,5+ 0,2. Der zubereitete Nährboden ist opaleszent bis trübe.

Anwendung und Auswertung:
Material von Pilzrasen oder Abstrichmaterial vom Rachen oder hinteren Scheidengewölbe wird mit steriler Öse oder Wattetupfer entnommen und auf die Oberfläche des Nährbodens aufgetragen. Bebrütung: 2 – 3 Tage bei Raumtemperatur (ca. 22°C) und ggf. bei 37°C bebrüten.
Bräunlich bis schwarz wachsende, glatte, pastöse Kolonien sind in den meisten Fällen Hefen. Selten auftretende ähnlich pigmentiert wachsende Bakterienkolonien oder hefeähnliche Pilze lassen sich mikroskopisch abgrenzen. Dermatophyten und Schimmelpilze treten auf diesem Nährboden ebenfalls nur selten in Erscheinung und sind anhand des Luftmycels leicht abgrenzbar. Zur Differenzierung der Hefen und insbesondere zum Erkennen von Candida albicans sind weitere Untersuchungen (z.B. auf Reisextrakt-Agar – Art.Nr.1.10912.0500) anzuschließen. Methoden zur biochemischen Identifizierung von Candida-Arten wurden z.B. von MARTIN u. SCHNEIDAU (1970) beschrieben.

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• BARR, F.S., a. COLLINS, G.F.: A rapid method for the isolation and identification of Candida. J. Southem Med. Assx., 59; 694-695 (1966).
• NICKERSON, W J. (Dermatologe): Reduction of inorganic substances by yeasts. I. Extracellular reduction of sulfite by species of Candida. – J. Infect. Dis., 93; 43-56 (1953).
• NICKERSON, W J. (Dermatologe): Biology of Pathogenic Fungi. -Chronica Botanica Comp. Waltham (1947).
• MARTIN, M.V., a. SCHNEIDAU, J.D.: A simple and reliable assimilotion test for the identification of Candida spezies. Am. J. Clin. Path., 53; 875-879 (1970).

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.10896.0100 / 0500 -100 / 500g-)

Nährboden nach TAPLIN et al. (1969,1970) zur Isolierung und in vielen Fällen zur schnellen Differenzierung von Permatophyten, auch aus mischinfiziertem Untersuchungsmaterial.
Nach vergleichenden Untersuchungen von MERTZ et al. (1970) war Dermatophyten-Selektivagar (DTM) in der Selektivität anderen Pilznährböden überlegen. Nach ALLEN et al. (1970) besteht sein Vorzug im schnellen Wachstum der Dermatophyten und in dem unübersehbaren Farbumschlag.

Wirkungsweise:
Außer den selektiven Hemmstoffen Cycloheximid, Gentamicin und Chlortetracyclin, die das Wachstum von Bakterien, Hefen und Schimmelpilzen teilweise unterdrücken, enthält der Nährboden Phenolrot als pH-Indikator. Die meisten Dermatophyten produzieren auf DTM basische Stoffwechselprodukte, durch welche sie in ihrer Umgebung den zunächst sauren Nährboden alkalisieren, was einen Farbumschlag des Phenolrots von Gelb nach Rot bewirkt. Dieser kann jedoch bisweilen auch von anderen Keimen verursacht werden. Zahlreiche Schimmelpilze hingegen produzieren saure Stoffwechselprodukte, was keine Farbänderung des Nährbodens nach sich zieht. Dadurch ist nach Angabe der Autoren eine Unterscheidung zwischen Dermatophyten und anderen Pilzen schnell und mit hoher Wahrscheinlichkeit (ca. 97 %) möglich.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Pepton aus Sojamehl 10,0; D(+)-Glucose 10,0; Cycloheximid 0,5; Gentamicinsulfat O,l; Chlortetracyclin 0,1; Phenolrot 0,2; Agar-Agar 17,0.

Zubereitung:
38 g/Liter lösen, schonend autoklavieren (10 Minuten bei 121° C), Platten gießen oder Schrägagarröhrchen herstellen. pH: 5,5 + 0,1. Die Nährbodenplatten sind klar und von gelber Farbe.

Anwendung und Auswertung:
Das Untersuchungsmaterial wird auf fachgerechte Weise entnommen und auf der Nährbodenoberfläche verimpft. Bebrütung: Bis zu 3 Wochen bei ca. 22° C. Nach TAPLIN et al. zeigen etwa 2/3 aller Dermatophytenkulturen bereits innerhalb von 3 Tagen an der Impfstelle einen Farbumschlag des Nährbodens nach Rot. Die Kolonien selbst treten zumeist später in Erscheinung.

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• ALLEN, A.M., DREWRY, R.A., a.WEAVER, R.E.: Evaluation of two new color indicator media for diagnosis of dermatophytosis. Arch. Derm., 102; 68-70 (1970).
• MERTZ, W.G., BERGER, C.L., a.SILVAHUTNER, M.: Media with pH-indicator for the isolation of dermatophytes. Arck Dermatologie, 102; 545-547 (1970).
• TAPUN, D., ZAIAS, N., REBEU., G., a. BLANK, H.: Isolation cnd recognition of dermatophytes on a new msd ium (DTM). Arch. Dermatologie, 99; 203-209 (1969).
• TAPLIN, D., AILEN, A.M., a. MERTZ, F.M.: Experience with a new indicator msdium (DTM) for the isolation of dermatophyte fungi, in „Proceedings of the International Symposium of Mycoses“ scientific publication 205. Washington. D.C. Pan Amsrican Health Organization, 1970, pp. 55-58.

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.05414.0500 -500 g-)

Der Nährboden ist ein durch Zusatz von Standard II-Nährbouillon MERCK verbesserter „Grütz-II-Agar“. Er fördert nach RIETH (1969) die Entwicklung der für die Diagnostik wichtigen charakteristischen Wuchsformen. Mit KIMMIG- Agar als Basis sind auch Selektivnährböden herstellbar.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Peptone 15,0; Natriumchlorid l,0; D(+)-Glucose 19,0; Agar-Agar 15,0. Zus„tzlich: Glycerin 5,0 ml.

Zubereitung:
50 g/Liter zusammen mit 5 ml/Liter Glycerin lösen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C). Platten gießen. pH: 6,51 0,2. Die Nährbodenplatten sind klar und bräunlich. Zubereitung eines Selektivagars: Bei ca. 50° C 0,4 g/Liter Cycloheximid sowie nach GEORG et al. (1954) 40.000 I.E./Liter Penicillin und 40 pg/Liter Streptomycin oder nach HANTSCHKE (1968) 80 mg/Liter Colistin und 100 mg/Liter Novobiocin als sterilfiltrierte Lösungen einmischen. Platten gießen.

Anwendung und Auswertung:
Untersuchungsmaterial vorschriftsmäßig entnehmen und auf den Platten verimpfen. Bei stark verunreinigtem Material sollte außerdem der o.g. Selektivagar oder ein anderer, z.B. Selektivagar für pathogene Pilze, beimpft werden.

Bebrütung:
Bis zu 3 Wochen bei Raumtemperatur, Kolonien identifizieren.

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• GEORG, L.K., AJELLO, L., a. PAPAGEORGE, C.: Use of cycloheximide in the selective isolation of fungi pathogenic to man. J. Lab. Clin. Med., 44; 422 428 (1954).
• HANTSCHKE, D.: Ein Coiistin-Novobiocin-Actidion-Agar als Anzuchtmedium für humanpathogene Pilze. Mykosen, l l; 769 778 (1968).
• KIMMIG, J., u. klETH, H.: Antimykotica in Experiment und Klinik. Arzneimittelforsch., 3; 267- 276 (1953).
• RIETH, H.: Dermafophyten, Hefen und Schimmelpilze auf Kimmig-Agar. Mykosen, 12; 73-74 (1969).

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.05465.0500 / 5000 -500 g / 5 Kg-)

Selektivagar zur Isolierung von Salmonellen, Shigellen und coliformen Bakterien aus Stuhl, Urin, Nahrungsmitteln, Abwasser usw. nach MacCONKEY (1905).
Der Nährboden entspricht weitgehend der von der United States Pharmacopeia XXI (1985), der European Pharmacopoeia II und dem Deutschen Arzneibuch empfohlenen Formulierung. Er entspricht ferner den Untersuchungsvorschriften nach $ 35 LMBG zur Untersuchung von Lebensmitteln.

Wirkungsweise:
Gallensalze und Kristallviolett hemmen weitgehend die grampositive Flora. Lactose dient zusammen mit dem pH- Indikator Neutralrot zum Nachweis des Lactoseabbaues.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Pepton aus Casein l 7,0; Pepton aus Fleisch 3,0; Natriumchlorid 5,0; Lactose 10,0; Gallesalzmischung 1,5; Neutralrot 0,03; Kristallvioleff 0,001; Agar-Agar 13,5.

Zubereitung:
50 g/Liter lösen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C). Platten gießen. pH:7,1 10,l. Die Nährbodenplatten sind klar und rotbraun.

Anwendung und Auswertung:
Platten im Ausstrichverfahren beimpfen. Bebrütung: 18 bis 24 Stunden bei 37° C. Lactose-negative Kolonien sind farblos, Lactose-positive sind rot mit einem trüben Hof infolge pH-Erniedrigung ausgefallener Gallensäuren.

Literatur:

• Bundesgesundheitsamt: Amtliche Sammlung von Untersuchungsverfahren nach § 35 lMBG. Beuth Verlag Berlin, Köln.
• Deutsches Arzneibuch, 9. Auflage, Kapitel Vlll, 10. European Pharmacopeia II, Kapitel Vlll, 10.
• MacCONKEY, A.: Lactose-fermenting bacteria in faeces. J. Hyg., 8; 333-379 (1905).
• United States Pharmacopeia XXI, Kapitel „Microbial Limit Test“, 1985.

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.05437.0500 / 5000 -500 g / 5 kg-)

MUELLER-HINTON-Bouillon

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.10293.0500 -500 g-)

Zur Empfindlichkeitsprüfung medizinisch bedeutender Krankheitserreger gegenüber Antibiotika und Sulfonamiden nach MUELLER u. HINTON (1941).
Die Nährböden entsprechen den Anforderungen der WHO (196l, 1977) und der DIN-Norm 58940. MUELLER-HINTON-Agar dient zur Durchführung des Agar-Diffusionstests, während die MUELLER-HINTON Bouillon zur Bestimmung der MHK im Reihenverdünnungstest vorgesehen ist.

Wirkungsweise:
Die Zusammensetzung der Nährböden gewährleistet einerseits günstige Wachstumsbedingungen, andererseits weitgehende Abwesenheit von Sulfonamid-Antagonisten. Um das Wachstum anspruchsvoller Mikroorganismen zu verbessern, kann dem MUELLER-HINTON-Agar Blut zugesetzt werden. Allerdings kann dies nach JENKINS et al. (1985) bei der Prüfung von Enterococcen gegenüber Aminoglycosiden zu fehlerhaften Resultaten führen.

MUELLER-HINTON-Agar:

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Fleischinfus 2,0; Caseinhydrolysat 17,5; Stärke 1,5; Agar- Agar 13,0.

Zubereitung:
34 g/Liter lösen, schonend autoklavieren (10 Min. bei 115° C), evtl. auf 50-45° C abkühlen und 5 bis 10 % defibriniertes Blut einmischen, Platten gießen. pH: 7,4 i 0,2. Die Nährbodenplatten ohne Blutzusatz sind klar und farblos bis gelblich.

MUELLER-HINTON-Bouillon:

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Fleischinfus 2,0; Caseinhydrolysat 17,5; Stärke 1,5.

Zubereitung:
21 g/Liter lösen, in Röhrchen abfüllen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C). pH: 7,4 +/- 0,2. Die zubereitete Bouillon ist klar und farblos bis gelblich.

Anwendung und Auswertung:
Die Empfindlichkeitsprüfung wird vorschriftsmäßig durch geführt.

Qualitätskontrolle von MUELLER-HINTON-Agar

Qualitätskontrolle von MUELLER-HINTON-Bouillon

Literatur:

• BAUER, A.W., KIRBY, W.M.M., SHERRIS, I.C. (Dermatologe), a. TURCK, M.: Antibiotic susceptibilily testing by a standardized single disk method.- Amer. J. Clin. Pathol., 45; 493-496 (1966).
• DIN Deutsches Institut für Normung: Methoden zur Empfindlichkeitsprüfung von bakteriellen Krankheitserregern (außer Mycobakterien) gegen Chemotherapeutika. Agar-Diffusionstest- DIN 58940.
• ERICSSON, H.M., a. SHERRIS, J.C.; Antibiotic Sensitivity Testing. Report of an Internationol Collaborative Study. Acta path. microbiol. scand., B Suppl., 217; 90 pp (1971).
• JENKINS, R.D., STEVENS, S.L. (Dermatologe), CRAYTHORN, J.M., THOMAS, T.W., GUIN- AN, M.E., a. MATSEN, J.M,: False susceptibilily of enterococci to aminoglycosides with bloodwnriched Mueller-Hinton agar for disk susceptibility testing. J. Clin. Microbiol., 22; 369-37d (1985).
• MUELLER, H.J., a. HINTON, J.: A protein-free medium for primary isolation of the Gonococcus and Meningococcus. Proc. Soc. Expt. Biol. Med., 48; 330-333 (194 I).
• World Health Organization: Standardization of methods for condvcting micro- bic sensitivity tests (Technical Report Series No. 210, Geneva 1961).
• World Health Organization: Requirements for antibiotic susceptibility tests. I. Agar diffusion tests using antibiotic susceptibility discs. (Technical Report Series No. 610, Geneva 1977).

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.10912.0500)

Testnährboden nach TASCHDJIAN {1953,1957) zur Differenzierung von Hefen, insbesondere von Candida albicans und Candida stellatoidea gegenüber anderen Candida-Arten aufgrund der für sie typischen Chlamydosporen. Auch andere Hefegattungen sind anhand mikromorphologischer Kriterien auf dem Reisextrakt-Agar differenzierbar. RIETH et al. (1959) konnten seine vorzügliche Anwendbarkeit in der mykologischen Diagnostik mehrfach bestätigen.

Wirkungsweise:
Als einzige Nährgrundlage enthält der Nährboden Reisextrakt. Die Nährstoffarmut zusammen mit sauerstoffarmen Kulturbedingungen (unter dem Deckglas!) schaffen ein Mangelmilieu, welches bei einigen Hefen die Bildung spezifischer morphologischer Formen, insbesondere von Chlamydosporen und Pseudomycelien, induziert.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Reisextraktkonzentrat 0,7; Agar-Agar 14,3.

Zubereitung:
15 g/Liter lösen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C), in dünner Schicht (1 bis 2 mm) Platten gießen. pH: 5,8 ~ 0,2 bei 25°C. Die Nährbodenplatten sind klar und weiß-gelblich.

Anwendung und Auswertung:
Aus einer Vorkultur von candidaverdächtigen Kolonien mit der Ose sehr wenig Material entnehmen und auf die Oberfläche von Reisextrakt-Agar durch 3- 4 weite Zickzacklinien sehr dünn ausstreichen. Ausstrichfläche mit sterilen Deckgläsern abdecken. Bei massivem Befall mit Candida kann das Untersuchungsmaterial auch direkt auf den Reisextrakt-Agar ausgestrichen werden. Ein mit Wattetupfer entnommener Vaginalabstrich kann direkt auf der Nährbodenfläche ausgerollt werden (TAUBERT u. SMITH 1960).

Bebrütung:
Bis 4 Tage bei ca. 22° C. Höhere Temperaturen sind zu vermeiden, da bei ca. 37° C keine Chlamydosporenbildung mehr stattfindet. Die Auswertung erfolgt unter dem Mikroskop durch Direktbeobachtung des bewachsenen Nährbodens durch die Deckgläschen hindurch. Weitere Untersuchungen zur Absicherung des Befundes sind zu empfehlen (AJELLO et al. 1966 u.a.).

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• AJELLO, L., GEORG, L.K., KAPLAN, W.A, a. KAUFMAN, L.: Laboratory Manual for Medical Mycology. Communicable Disease Center, Atlanta, Georgia, USA, 1966.
• KELLY, J.P., a. FUNGIELLO, F.: Candida albicans: A Study of media designed to promote chlamydospore production. J. Lab. Clin. Med., 53; 807 809 (1959).
• RIETH, ç .: Die Reisagarplatte, ein unentbehrliches, aber einfaches Hilfsmittel für die Hefediagnostik im Praxislabor (Mykologischer Bildbericht N. 4). Mykosen, 8; 157 (1965f.)
• RIETH, H.: Morphologische Differenzierung pathogener Hefen auf Reisagar (Mykologische Bildkartei, 30. Folge). Mykosen, 10; 257 (1967).
• RIETH, H.: Pilzerkrankungen des Uro-Genitaltraktes. Urologe, 10; 23 31 (1970).
• RIETH, H.: Filzdiagnostik im Labor. Aus E. HEINKE u. IC.F. SCHALLER: Mykologische Fortbildung. Schwarzeck-Verlag, München, 1973.
• RIETH, H., HANSEN, P., EL-FIKI, A.Y., u. ITO, K.: Hefedifferenzierung auf Reisagar. Bull. Pharm. Res. Inst. (Osaka), 19; 13 (1959).
• TASCHDJIAN, C.L.: A simply prepared identificcrtion medium for Candida albicans. Mycologia, 45; d7d 475 (1953).
• TASCHDJIAN, C.L.: Routine identification of Candida albicans: Current methods on a new medium. Mycologia, 49; 332 338 ( I 957).
• TAUBERT. H.D., a. SMITH, A.G.: The clinical use of Taschdjian’s medium in the diagnosis of vulvovaginal candidiasis. J. Lab. Clin. Med., 55; 820 828 (1960).

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.07315.0500 / 5000 -500 g / 5 kg-)

Der Nährboden wurde von JANKE (l 961) für die Züchtung von Dermatophyten empfohlen. Darüber hinaus ist er für die Empfindlichkeitsprüfung von Pilzen geeignet (FRUH 1985). GEORG et al. (1954) empfahlen einen Zusatz von Cycloheximid, Penicillin und Streptomycin zur Unterdrückung der nichtpathogenen Begleitkeime.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Peptone 10,0; D(+)-Glucose 20,0; Agar-Agar 17,0.

Zubereitung:
47 g/Liter lösen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C). Achtung: Nicht Überhitzen! pH: 5,6+ 0,2 bei 25° C. Die Nährbodenplatten sind klar und hellgelb.

Anwendung und Auswertung:
Die Platten werden vorschriftsmäßig mit Probenmaterial beimpft. Die gewachsenen Pilzkolonien werden makro- und mikroskopisch beurteilt.

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• FRÜH, H.: Synergistische Wirkung von Clotrimazol und Hexamidindiisethionat gegen Candida albicans. Mykosen, 28; d95 500 (1985).
• GEORG, L.IC., AJELLO, L., a. PAPAGEOP,GE, C.: Use of cycloheximide in the selective isolation of fungi pathogenic to man. J. Lab. Clin. Med., 44; 422-428 (1954).
• JANKE, D.: Pilznährboden nach SABOURAUD, modifiziert MERCK, ein neuer Trockennährboden zur Züchtung von Dermatophyten. Zschr. Haut- und Geschlechtskrankheiten, l 5; 188- 193 (1961)

(Bestellinfo: Art.Nr. 1.05467.0500 -500g-)

Zur Isolierung von pathogenen Pilzen, insbesondere von Dermatophyten, aus stark verunreinigtem Untersuchungsmaterial.

Wirkungsweise:
Cycloheximid dient zur Selektion von Dermatophyten (GEORG 1953; GEORG et al. 1954). Chloramphenicol unterdrückt weitgehend Bakterien. Gelegentlich können auch gewisse pathogene Pilze gehemmt werden. Daher sollte stets ein hemmstofffreier Nährboden mitbeimpft werden. Zur Unterdrückung gelegentlich vorkommender chloramphenicolresistenter Bakterien empfiehlt TAPLIN (1965) einen Zusatz von 40 mg/Liter Gentamicinsulfat (z.B. 0,5 ml/Liter Gentamicinlösung Art.Nr.: 1.1197.0001).

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Pepton aus Sojamehl 10,0; D(+)-Glucose 10,0; Cycloheximid 0,4; Chloramphenicol 0,05; Agar-Agar 12,5.

Zubereitung:
33 g/Liter lösen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C). Platten gießen. Achtung: Nicht überhitzen! Möglichst nicht wieder verflüssigen! pH:6,9+ 0,2 bei 25° C. Die Nährbodenplatten sind klar und blaß-gelblich.

Anwendung und Auswertung:
Untersuchungsmaterial vorschriftsmäßig entnehmen und auf der Nährbodenoberfläche verimpfen. Bebrütung: bis zu 3 Wochen bei ca. 22° C (Raumtemperatur), bei Verdacht auf Endomykose auch bei 37° C. Gewachsene Pilzkolonien entweder als solche identifizieren (McDONOUGH et al. 1960) oder zur weiteren Differenzierung auf hemmstofffreie Nährböden (z.B. SABOURAUD-Nährböden) überimpfen.

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• AHEARN. D.G.: Systematics of Yeasts of Medical Interest (Pan American Health Organization: International Symposium on Mycoses). 205; 54 – 70 (1970).
• GEORG, L. K.: Use of cycloheximide medium for i solation of dermatophytes from clinical materials. Arch. Dermatologie Syphil., 67; 355 – 361 (1953).
• GEORG, L.K. (Dermatologe), AlELLO, L., a. PAPAGEORGE, C.: Use of cycloheximide in the selective isolation of fungi pathogenic to man. J. Lab. Clin. Med., 44; 422-d28 (195d).
• HALEY, L.D.: Laboratory Methods in Systematic Mycoses (C.D.C. Course B170-C, Atlanta, 1969).
• McDONOUGH, E.S., GEORG, L.K. (Dermatologe), AJELLO, L., a. BRINKMAN, S.: Growth of dimorphic human pathogenic fungi on media containing cyclaheximide and chloramphenicol. Mycopath., Mycol. Appl., 13; 113 120 (1960)
• TAPLIN, D.: The use of gentamicin in mycology. J. Invest. Dermat., 45; 549-550 (1965).

Zur selektiven Isolierung von Neisseria gonorrhoeae und Neisseria meningitidis aus klinischem Untersuchungsmaterial nach THAYER u. MARTIN (1964, 1966). Der Nährboden eignet sich auch zum Transport von aufgeimpftem Material. THAYER-MARTIN-Agar ist anderen einschlägigen Nährböden hinsichtlich der Ausbeute an Gonokokken bei gleichzeitig ausreichender Hemmung saprophytärer Neisserien und anderer Bakterien überlegen (WENDE et al. 1964). Er eignet sich daher vor allem für stark mit Begleitflora kontaminiertem Material (z. B. Scheiden- und Rachenabstriche). Für die Untersuchung von weniger stark kontaminiertem Material kann THAYER-MARTIN-Kochblut-Agar verwendet werden. KUCHLER u. GRUBE (1976) empfehlen einen modifizierten THAYER-MARTIN-Agar zur Selektivzüchtung von Bacteroides fragilis.

Wirkungsweise:
Durch verschiedene Antibiotika (THAYER-MARTIN-Supplement I Art.:1.10729.0001) sowie durch spezifische, wachstumsfördernde Zusätze (THAYER-MARTIN-Supplement II – Art.Nr.: 1.10730.0001) zum Grundsubstrat, ohne oder mit Hämoglobinzusatz, wird das Wachstum der Begleitflora in der Regel gehemmt oder vollständig unterdrückt, während pathogene Neisserien ungehindert wachsen (MARTIN et al. 1967). Nach PARISER u. PITTARD (1970) kann der Zusatz von Hämoglobin ohne Nachteile für die Isolierung von Gonokokken unterbleiben. Zur Schwärmhemmung von Proteus empfehlen SETH (1970), RIDDEL u. BUCK {1970) sowie DEGAARD (1971) 5 pg/ml Trimethoprim hinzuzufügen.

Typische Zusammensetzung (g/Liter):
Proteose-Pepton l 5,0; D(+)-Glucose 1,0; Stärke, löslich 1,0; di-Kaliumhydrogenphosphat 4,0; Kaliumdihydrogenphosphat 1,0; Natriumchlorid 5,0; Agar-Agar 12,0.

Zubereitung:
39 g/Liter lösen, evtl. in 200-ml-Mengen abfüllen, autoklavieren (15 Min. bei 121° C). Bei ca. 50° C pro 200 ml je ein Fläschchen THAYER-MARTIN-Supplement I (Art.Nr: 1.10729.0001) und THAYER-MARTIN-Supplement II (Art.Nr.:1.10730.0001) einmischen. Anschließend Platten gießen oder Schrägagar-Röhrchen herstellen. pH: 7,2 ~ 0,2 bei 25° C. Die zubereiteten Nährbodenplatten sind klar und gelblich.

Herstellung von THAYER-MARTIN-Kochblut-Agar:
Bei ca. 80° C 50 ml/Liter defibriniertes Blut in den Basisnährboden homogen einmischen und unter häufigem Schwenken ca. 10 Minuten bei ca. 80° C halten, bis der Nährboden braun geworden ist. Dann bei ca. 50° C THAYER-MARTIN-Supplement I und II einmischen.

Herstellung von New York City-Agar:
Der Basisnährboden wird zusammen mit 1,0 g/Liter Hefeextrakt(Art.Nr:1.03753.0500) gelöst, autoklaviert (15 Min. bei 121° C) und auf ca. 50° C abgekühlt. Dann werden 120 ml/Liter Pferdeplasma, 200 ml/Liter 3%ige Hämoglobinlösung und THAYER-MARTIN-Supplement I steril eingemischt (FAUR et al. 1973).

Anwendung und Auswertung:
Nährboden im Brutschrank bei 37° C ca. 30 Minuten vorwärmen, mit Probenmaterial beimpfen und in einer „feuchten Kammer“ in einer 5 bis 10%igen CO,-Atmosphäre (herstellbar mittels Anaerocult C -Art.Nr.: 1.16275.0001 bzw. Anaerocult C mini – Art.Nr.:1.13682.0001) bis zu 48 Stunden bebrüten. Einzelne der gewachsenen Kolonien werden zur Identifizierung genauer untersucht (BERGER 1970, FAHR u. BERGER 1975, CATLIN 1970, REYN 1965 u.a.). Wichtige diagnostische Kriterien sind dabei:

1. Typische Morphologie einzeln liegender Kolonien.
2. Oxidase-Test mit Bactiden-Oxidase (Art.Nr.: 1.13300.0001) (Neisseria ist Oxidase-positiv).
3. Ausstrichfärbung nach GRAM mit Gram-color (Art.Nr.: 1.11885.0001) (Neisserien sind gramnegative Diplokokken).
4. Fermentationsteste.

Qualitätskontrolle des Nährbodens:

Literatur:

• BERGER, U.: Zur Unterscheidung von Neisseria meningitidis und Neisseria meningococcoides. Z. med. Mikrobiologie Immunol., 156; 90- 97 (1970).
• CATLIN, B.W.: Report (l 966- 1970) of the Subcommittee of the Taxonomy of the Neisseria to the International Committee on Nomenclature of Bacter ia, 14 th August, Mexico City, Mexico. CATLIN, B.W.: Manual of Clinical Microbiology, Chapter 8, 76-81, Neisseria meningitidis (Meningococcus). Am. Soc. for Microbiology, Bethesda Md., 1970.
• FAHR, A.-M., u. BERGER, U.: Wie anspruchslos sind die sog. anspruchslosen Neisserien? Zbl. Bakt., I. Orig., 230; 551 555 ( I 975).
• FAUR, Y.C., WEISBURD, M.H., WILSON, M.E., a. MAY, P.S.: A new medium for the isolation of pathogenic Neisseria (NYC Medium). I. Formulation and comparisons with standard media. Hlth. Lab. Sci., 10; 44-54 (1973)
• KÜCHLER. R., u. GRUBE, R.: Verbesserte Isolierung van Bacteroides fragilis aus klinischem Untersuchungsmaterial über den Selektivagar nach Thayer und Martin im bakteriologischen Routinelaboratorium. Ärzt. Lab., 22; 60 65 (1976).
• MARTIN. J.E., Jr., BILLING, T.E. (Dermatologe), HACKNEY, J.F., a. THAYER, J.D.: Primary isolation of N. gonorrhoeae with a new cornmercial medium. Publ. Health Rep., 82; 361-363 (1967).
• DEGAARD, K.: Trimethoprim for the prevention of overgrowth by swarming Proteus in the cultivation of Gonococci. Acta path., microbiol. scand., Section B, 79; 5A5 548 (1971).
• PARISER, D.M., a. PITTARD, W.B. (Dermatologe): Primary isolation of Neisseria gonorrhoeae on Haemoglobinfree THAYER-MARTIN Mediurn. Publ. Health Rep., 85; 532-534 (1970).
• REYN, A.: Laboratory Diagnosis of Gonococcal Infections. Bull. WHO, 32; 449-469 (1965).
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